Yulong Gong、Qisheng Lu、Xuehui Li 等
孙勇华、陈文彪、谢守琪、韩东

中国科学院水生生物研究所 · 湖北省洪山实验室 · 华中农业大学 · 海南大学
美国范德堡大学分子生理与生物物理系

Cell Chemical Biology 34, 1–16 (2027)　doi:10.1016/j.chembiol.2026.09.002

摘要

「靶向肝脏 FoxO1 降血糖」是个热门策略，但这条路一直藏着一个没人注意到的代价。这项工作揭开了它：肝脏一旦失去 FoxO1，就会解除对Cers2/4 的抑制，导致 C18/22/24 三种神经酰胺大量分泌出去，一路跑到胰岛，把 β 细胞「闷死」在 AKT-mTORC1 通路失活的状态下。换句话说，降糖的效果是真的，β 细胞亏损也是真的——这是一条货真价实的「器官间通讯轴」。

核心要点

1. 反直觉的起点：β 细胞特异性 foxo1a 转基因救不回 β 细胞缺失；但肝脏特异性 foxo1a 却能救回来——说明「不是 β 细胞自己的问题，是肝脏在作怪」。

2. 死因是凋亡：foxo1a−/− 胰岛中 caspase3a/3b/8、caspase-3 活性、BAX 信号全部升高；药理学抑制凋亡能救回 β 细胞。

3. 条件培养基实验是本文最关键的设计：用 si-Foxo1 处理肝细胞后换液收集培养基，再拿去培养 β 细胞——凋亡显著升高；而直接把 si-Foxo1 加到 β 细胞上反而降低凋亡。这一正一反，干净地证明「是肝脏分泌出来的东西在杀人」。

4. 锁定神经酰胺：脂质组显示 CER（神经酰胺）类倍数变化最高（1.49 倍），其中 CER-NS 亚类贡献最大；血浆中也一致升高。值得注意的是升高的是 5 种不饱和脂肪酸，而非饱和脂肪酸——这与既往文献预期相反。

5. 三种 Ceramide 被点名：Cer(d18:1/18:0)【C18】、Cer(d18:1/22:0)【C22】、Cer(d18:1/24:0)【C24】在肝与血浆中均升高，且三种单独给β 细胞都能剂量依赖地诱导凋亡、减少 β 细胞数量。

6. 分子落点：AKT-mTORC1：pS6(Ser240/244)、pAKT(Ser473)、pAKT(Thr308) 三者全部下降；用 AKT 抑制剂（MK-2206、capivasertib）可模拟同样表型；PP2A 水平升高——提示 Ceramide 通过 PP2A 抑制 AKT-mTORC1。

7. 上游机制闭环：FoxO1 是 Cers2/4 的转录抑制因子——ChIP-seq 证实 FoxO1 直接富集在 Cers2/Cers4 启动子区；双荧光素酶实验显示 FoxO1 显著抑制其启动子活性；定点突变掉 FoxO1 结合位点则解除抑制。斑马鱼中敲低 cers2a 或 cers4b 均可回救 β 细胞减少。

一、引言：一个悬置已久的「悖论」

高血糖已成为现代生活方式的常见代谢综合征标志，而肝脏葡萄糖输出（HGP）过多是决定高血糖的首要因素。FoxO1 作为关键转录因子，通过启动糖异生基因表达来驱动 HGP；针对 FoxO1 的药物已被开发用于抑制高血糖。但问题在于——FoxO1 同时也在主导肝脏脂质生成的转录程序。FoxO1 信号一旦被中断，就会诱导过度的脂质生成、肝脏中脂质的过度沉积以及脂质代谢物的外流，这些都可能威胁代谢稳态。

因此，FoxO1 在调控肝糖异生与脂质生成上的「双重角色」构成了一个关键悖论：一边抑制它能降糖，另一边抑制它又会造成肝脏脂质堆积。既往研究已就「以 FoxO1 为靶点的降糖治疗会扰乱肝脏代谢与 β 细胞稳态」提出担忧，但肝脏 FoxO1 缺失对 β 细胞稳态的全身性后果及其机制，此前基本无人探索。

本研究结合肝脏特异性 Foxo1 敲低小鼠与转基因斑马鱼模型，首次填补了这一空白。

为什么用斑马鱼？

斑马鱼 5 dpf 时胰岛结构已清晰可辨、β 细胞可被 ins 启动子驱动的荧光蛋白直接计数，且转基因操作便捷、可与基因敲除灵活组合。本文最漂亮的一处设计正是组织特异性 rescue：分别构建 β 细胞特异（Tgβfoxo1a）与肝脏特异（TgLiverfoxo1a）转基因子，在同一个 foxo1a−/− 背景里对比——一正一反，直接定位致病器官。

二、结果

本节依次呈现六组结果：表型确认、凋亡机制与条件培养基实验、脂质组锁定神经酰胺、三种元凶的确认、AKT-mTORC1 通路，以及上游转录调控闭环。

1. 肝脏 FoxO1 缺失导致胰岛 β 细胞缺失

我们首先用 FoxO1 抑制剂AS1842856 处理野生型幼鱼，剂量梯度（30 nM、60 nM）下 β 细胞数量随剂量递增而显著下降；foxo1a 杂合子表型正常，而纯合 foxo1a−/− 的 β 细胞数量同样大幅减少。β 细胞身份的下降也由胰岛中 β 细胞身份基因（insulin、pdx1、mafa、neurod1、nkx6.1）表达降低所证实。小鼠模型同样如此：给予 AS1842856 的小鼠血糖下降、糖异生基因表达降低，但 Ins1/2 表达、β 细胞质量与血浆胰岛素水平均显著下降。这些数据表明：中断 FoxO1 信号虽能抑制肝糖输出，却同时造成胰岛 β 细胞缺失。

图 1　肝脏 FoxO1 缺失导致胰岛 β 细胞缺失。A 斑马鱼 β 细胞计数在 FoxO1 抑制剂处理与 foxo1a 敲除实验中的示意图。B, C 5 dpf 野生型幼鱼经 30 nM AS1842856、60 nM AS1842856 或载体处理 48 小时后的 β 细胞代表性图像与定量（比例尺，8 μm；n = 12、14、19）。D, E 5 dpf 野生型、foxo1a+/−、foxo1a−/− 幼鱼 β 细胞代表性图像与定量（比例尺，8 μm；n = 11、10、12）。纯合 foxo1a−/− 的 β 细胞数量显著减少。F 5 dpf 野生型与 foxo1a−/− 幼鱼胰岛中 insulin、pdx1、mafa、neurod1、nkx6.1 的 qPCR 分析（n = 4，100 尾/重复）。G 用 fabp10a 驱动（肝脏特异）或 insulin 驱动（β 细胞特异）的 foxo1a 构建配合 Tol2 转座酶，建立组织特异性转基因鱼。H, I 5 dpf 野生型、foxo1a−/−、foxo1a−/−;Tgβ^foxo1a、foxo1a−/−;TgLiver^foxo1a 幼鱼 β 细胞代表性图像与定量（比例尺，5 μm；n = 12）。只有肝脏特异性 foxo1a 能显著回救 β 细胞数量。J, K 上述四组幼鱼胰岛中 insulin 及 β 细胞相关基因的 qPCR 分析（n = 6，100 尾/重复）。L 小鼠肝脏特异性 Foxo1 敲低（AAV8-shRNA）示意图。M sh-Foxo1 与 sh-control 小鼠给药 6 周后胰岛中 insulin（绿色）免疫荧光代表性图像（比例尺，10 μm）。N, O 上述小鼠胰岛相对 β 细胞质量与血浆胰岛素水平的定量（n = 6）。肝脏 Foxo1 敲低小鼠在血糖下降的同时，β 细胞质量与胰岛素水平同步下降。数据为 mean ± SEM；(C)(E)(I–K) 采用单因素方差分析 + Tukey 多重比较；(F)(N)(O) 采用双尾非配对 t 检验。*p < 0.05，**p < 0.01，***p < 0.001，****p < 0.0001，ns 表示无显著差异。AS1842856，FoxO1 抑制剂；dpf，受精后天数；AAV8，腺相关病毒 8 型；HGP，肝脏葡萄糖输出。

2. β 细胞缺失的原因是凋亡，且由肝脏「遥控」

为回答第一个问题（β 细胞为何减少），我们检测了各模型胰岛的凋亡状态。与野生型相比，foxo1a−/− 组 β 细胞中 caspase3a、caspase3b、caspase8 表达水平以及胰岛中 caspase-3 酶活性均显著升高；上游促凋亡因子 BAX 的信号强度也显著升高。关键的是：TgLiverfoxo1a 能将上述指标全部恢复，而 Tgβfoxo1a 不能。此外，药理学抑制凋亡（pifithrin-α、Z-VAD-FMK）显著回救了 foxo1a−/− 斑马鱼的 β 细胞缺失。sh-Foxo1 小鼠的 β 细胞中，凋亡基因表达、caspase-3 与 BAX 信号强度、活性 caspase-3 水平同样全部升高。

为回答第二个问题（肝脏里发生了什么），我们设计了条件培养基（换液）实验：用 si-Foxo1 处理原代小鼠肝细胞 24 小时，更换培养基，24 小时后收集条件培养基（si-Foxo1 培养基）用于培养原代小鼠 β 细胞。

结果耐人寻味：si-Foxo1 培养基显著增加了 β 细胞的 caspase-3 信号强度；而把 si-Foxo1 直接加到 β 细胞上，反而降低了凋亡。这组对照极其关键——它说明致凋亡的信号来自肝细胞分泌到培养基里的某种可溶性因子，而非 si-Foxo1 本身。在 NCTC1469（正常小鼠肝细胞）与 Min-6（小鼠胰岛 β 细胞系）中的类似换液实验也证实了这一点。

图 2　肝脏 FoxO1 缺失通过促进凋亡导致 β 细胞缺失。A 5 dpf 野生型、foxo1a−/−、foxo1a−/−;Tgβfoxo1a、foxo1a−/−;TgLiverfoxo1a 幼鱼胰岛中 caspase3a、3b、8 的 qPCR 分析（n = 6，100 尾/重复）。B 上述四组幼鱼胰岛的 Casp3 活性检测（n = 3，200 尾/重复）。C, D 上述四组幼鱼胰岛切片中 BAX（红色）免疫荧光代表性图像与强度定量（比例尺，5 μm；n = 4）。E, F 5 dpf 野生型、foxo1a−/− 及经 pifithrin-α 或 Z-VAD-FMK 处理的 foxo1a−/− 幼鱼 β 细胞代表性图像与定量（比例尺，5 μm；n = 10）。药理学抑制凋亡显著回救 β 细胞缺失。G sh-Foxo1 与 sh-control 小鼠给药 6 周后 β 细胞中 caspase3、6、9 的 qPCR 分析（n = 6）。H–K 上述小鼠胰岛切片中 Casp3（红色）与 BAX（红色）免疫荧光代表性图像与强度定量（比例尺，10 μm；n = 4）。L, M 上述小鼠 β 细胞中活性 Casp3 与 BAX 蛋白表达水平（n = 3）。N 原代小鼠肝细胞与 β 细胞换液实验示意图。O, P 原代小鼠 β 细胞分别用 scramble siRNA 培养基或 si-Foxo1 培养基处理 24 小时后 Casp3（红色）免疫荧光代表性图像与强度定量（比例尺，10 μm；n = 4）。si-Foxo1 培养基显著增强 β 细胞凋亡。数据为 mean ± SEM；(A)(B)(D)(F) 采用单因素方差分析 + Tukey 多重比较；(G)(I)(K)(M)(P) 采用双尾非配对 t 检验。*p < 0.05，**p < 0.01，***p < 0.001，ns 表示无显著差异。dpf，受精后天数。

3. 脂质组锁定神经酰胺

FoxO1 失活确实会引发肝脏旺盛的脂质生成：成年与幼年 foxo1a−/− 斑马鱼均表现出体/肝脂质含量增加与高脂血症；sh-Foxo1 小鼠的肝与血浆甘油三酯（TG）含量也升高。鉴于血脂紊乱会破坏胰岛 β 细胞稳态，我们推测 β 细胞凋亡可能源于某种肝脏来源的脂质，遂开展脂质组学分析以鉴定候选脂质因子。

肝脏脂质组中，脂质代谢物被归为 13 个类别，其中 7 个类别在 sh-Foxo1 小鼠中倍数升高。神经酰胺（CER）、游离脂肪酸（FFA）与 TG 三类显著升高，其中 CER 类别的倍数变化最高，达 1.49 倍。值得关注的是，此前有报道称饱和脂肪酸（SFA）可诱发 β 细胞减少与功能障碍，但本研究的脂质组数据显示，显著升高的是 5 种不饱和脂肪酸（USFA）而非 SFA——提示致害的可能不是 FFA 类脂质。在 CER 内部，非羟基神经鞘氨醇（CER-NS）亚类是 CER 类别升高的主要贡献者，肝脏总神经酰胺含量也显著升高。

血浆脂质组结果一致：CER、FFA、TG 三类显著升高，其中 CER 类别倍数变化最高，CER-NS 亚类与血浆总神经酰胺含量亦升高；而血浆 SFA 无显著升高。斑马鱼模型中，foxo1a−/− 组肝脏总神经酰胺含量显著升高，TgLiverfoxo1a 可使其下降，而 Tgβfoxo1a 不能。此外，用地塞米松促进、霉解素（myriocin）抑制神经酰胺产生后发现：地塞米松降低野生型 β 细胞数量，而霉解素可回救 foxo1a−/− 组的 β 细胞数量。给予可被鞘磷脂酶水解而直接生成神经酰胺的鞘磷脂同样使野生型 β 细胞减少；另一 SPT1/2 抑制剂 ALT-007 则显著增加 foxo1a−/− 斑马鱼的 β 细胞数量。在高血糖模型（insra−/−）中，foxo1a 缺失同样降低 β 细胞数量并提高凋亡水平。这些数据表明，即便在高血糖背景下，肝脏来源的神经酰胺仍是 β 细胞凋亡的关键候选因子。

图 3　肝脏 FoxO1 缺失升高肝脏来源的神经酰胺-NS、FFA 与 TG。A sh-Foxo1 与 sh-control 小鼠给药 6 周后肝脏脂质组分析示意图。B 上述两组小鼠肝脏各脂质类别的倍数变化。CER 类别倍数变化最高（1.49 倍）。C, D 上述两组小鼠肝脏低丰度与高丰度脂质类别定量（总含量分别 <1,000 nmol/g 与 >1,000 nmol/g）。E 上述两组小鼠肝脏神经酰胺亚类定量，CER-NS 亚类升高是 CER 类别增加的主要贡献者。F 上述两组小鼠肝脏总神经酰胺含量。数据为 mean ± SEM；n = 6，双尾非配对 t 检验。*p < 0.05，**p < 0.01，****p < 0.0001，ns 表示无显著差异。CER，神经酰胺；CER-NS，非羟基神经鞘氨醇类神经酰胺；FFA，游离脂肪酸；TG，甘油三酯；SFA，饱和脂肪酸；USFA，不饱和脂肪酸。

4. 锁定三种元凶：C18/22/24 神经酰胺

为鉴定致凋亡的具体神经酰胺，我们从脂质组数据中筛查了全部 CER-NS 亚类。其中，Cer(d18:1/18:0)（C18）、Cer(d18:1/22:0)（C22）、Cer(d18:1/24:0)（C24）在 sh-Foxo1 小鼠的肝脏与血浆中均显著升高，在 foxo1a−/− 斑马鱼肝脏中亦然。于是我们逐一检验了这三种神经酰胺对 β 细胞的作用：在小鼠 β 细胞模型中，C18/22/24 均显著升高原代 β 细胞的 caspase-3 信号强度、并提高 Min-6 细胞的凋亡率；在斑马鱼中，这三者显著降低 β 细胞数量，同时升高 β 细胞中 caspase3a 表达与 BAX 信号强度。数据表明：肝脏来源的 C18/22/24 神经酰胺确实促成 β 细胞凋亡。

图 4　肝脏来源的 C18/22/24 神经酰胺在肝脏 FoxO1 缺失时促成 β 细胞凋亡。A sh-Foxo1 与 sh-control 小鼠给药 6 周后肝脏与血浆脂质组分析及神经酰胺筛查示意图。B, C 上述两组小鼠肝脏（B）与血浆（C）中 Cer(d18:1/18:0)（C18）、Cer(d18:1/22:0)（C22）、Cer(d18:1/24:0)（C24）的含量（n = 6）。三者均显著升高。D, E 原代小鼠 β 细胞分别与 C18、C22、C24 神经酰胺或载体孵育 48 小时后 Casp3（红色）免疫荧光代表性图像与强度定量（比例尺，10 μm；n = 4）。F, G Min-6 细胞分别与 C18、C22、C24 神经酰胺或载体孵育 48 小时后的流式细胞术分析与凋亡水平定量（n = 3）。H, I 5 dpf 野生型幼鱼经 C18、C22、C24 神经酰胺或载体处理 48 小时后的 β 细胞代表性图像与定量（比例尺，10 μm；n = 18）。三种神经酰胺均显著降低 β 细胞数量。J 上述处理条件下野生型斑马鱼幼鱼胰岛中 caspase3a 的 qPCR 分析（n = 6，100 尾/重复）。K, L 上述处理条件下野生型斑马鱼幼鱼胰岛切片中 BAX（红色）免疫荧光代表性图像与强度定量（比例尺，5 μm；n = 4）。数据为 mean ± SEM；(B)(C) 采用双尾非配对 t 检验；(E)(G)(I)(J)(L) 采用单因素方差分析 + Tukey 多重比较。*p < 0.05，**p < 0.01，***p < 0.001，****p < 0.0001。Cer(d18:1/xx:0)，神经酰胺分子类型；dpf，受精后天数。

5. 分子通路：抑制 AKT-mTORC1

我们继而探测介导神经酰胺致凋亡的胞内通路。mTORC1 是细胞凋亡的公认开关，故我们通过定量 S6 核糖体蛋白丝氨酸 240/244 磷酸化（pS6Ser240/244）水平来评估 mTORC1 活性。结果：sh-Foxo1 小鼠 β 细胞中 pS6Ser240/244 信号强度、foxo1a−/− 斑马鱼中 pS6Ser240/244 阳性 β 细胞比例均显著下降。

既往研究表明神经酰胺可抑制 AKT，而 AKT 受抑又会降低 mTORC1 活化——于是我们检测了 AKT 的丝氨酸 473 与苏氨酸 308 磷酸化（pAKTSer473、pAKTThr308），两者在 sh-Foxo1 小鼠 β 细胞与 foxo1a−/− 斑马鱼中均显著下降。使用高效 AKT 抑制剂 MK-2206 与 capivasertib 进一步证明，AKT 受抑会降低 Min-6 细胞的 pS6Ser240/244 信号。给 Min-6 细胞加入 C18/22/24 神经酰胺后，pS6Ser240/244、pAKTSer473 与 pAKTThr308 信号强度均显著下降。

此外，我们发现蛋白磷酸酶 2A（PP2A）水平在 foxo1a−/− 斑马鱼胰岛、sh-Foxo1 小鼠胰岛以及经 C18/22/24 处理的原代 β 细胞中均显著升高。综上：肝脏来源的 C18/22/24 神经酰胺通过 PP2A 抑制 AKT-mTORC1 通路活化，从而诱导 β 细胞凋亡。

图 5　C18/22/24 神经酰胺通过抑制 AKT-mTORC1 通路促成 β 细胞凋亡。A–F sh-Foxo1 与 sh-control 小鼠给药 6 周后胰岛中 pS6Ser240/244（红色）、pAKTSer473（品红）、pAKTThr308（青色）免疫荧光代表性图像与强度定量（比例尺，10 μm；n = 4）。三个指标均显著下降。G, H Min-6 细胞分别与 MK-2206、capivasertib 或载体孵育 24 小时后 pS6Ser240/244（红色）免疫荧光代表性图像与强度定量（比例尺，8 μm；n = 6）。AKT 抑制可模拟神经酰胺的表型。I–N Min-6 细胞分别与 C18、C22、C24 神经酰胺或载体孵育 48 小时后 pS6Ser240/244（红色）、pAKTSer473（品红）、pAKTThr308（青色）免疫荧光代表性图像与强度定量（比例尺，5 μm；n = 6）。数据为 mean ± SEM；(B)(D)(F) 采用双尾非配对 t 检验；(H)(J)(L)(N) 采用单因素方差分析 + Tukey 多重比较。**p < 0.01，****p < 0.0001。pS6，磷酸化 S6 核糖体蛋白；pAKT，磷酸化 AKT；AKT，蛋白激酶 B；mTORC1，哺乳动物雷帕霉素靶蛋白复合体 1。

6. 上游闭环：FoxO1 是 Cers2/4 的转录抑制因子

β 细胞缺失的主因已明确，但肝脏 FoxO1 缺失如何触发 C18/22/24 神经酰胺过量产生仍不清楚。我们推测存在显著的肝脏神经酰胺代谢重塑。从小鼠肝脏 RNA-seq 数据看，神经酰胺分解代谢基因（碱性神经酰胺酶）未见显著下降，提示问题出在合成侧。

神经酰胺合成涉及多个步骤：丝氨酸棕榈酰转移酶（SPT）催化 L-丝氨酸与棕榈酰辅酶 A 生成 3-酮二氢鞘氨醇，后者再转化为鞘氨醇；鞘氨醇随后由神经酰胺合酶（CERS）用脂肪酰辅酶 A 进行 N-酰化形成二氢神经酰胺，再脱氢生成神经酰胺。据此我们从 RNA-seq 谱中筛出与 SPT 和 CERS 相关的基因：Smpd1、Sptssa、Sptlc1 与 Cers2 在肝脏高表达，但Cers2 与 Cers4（Cers2/4）在 sh-Foxo1 小鼠中显著升高。

原位方法进一步证明 sh-Foxo1 小鼠肝细胞中 Cers2/4 表达显著增加，肝脏 CERS2 与 CERS4 蛋白水平亦升高；斑马鱼中 foxo1a−/− 肝脏 CERS2/4 转录与蛋白水平均升高，且均可被 TgLiverfoxo1a 恢复。已知 C18 神经酰胺主要由 CERS4 合成，C22/24 则由 CERS2 合成——数据表明 FoxO1 可能调控 CERS2/4 的转录或稳定性。

接下来的问题更关键：FoxO1 是否、如何调控 Cers2/4 的转录？首先，ChIP-qPCR 分析显示，使用抗 FoxO1 抗体可在小鼠肝脏中显著富集 Cers2 与 Cers4 启动子区；NCTC1469 细胞的 ChIP-seq 分析也揭示 FoxO1 信号在 Cers2 与 Cers4 启动子区域显著富集，证实了 FoxO1 的直接转录调控。斑马鱼体内启动子活性实验证实 FoxO1a 抑制 cers2a 与 cers4b 的启动子活性。

我们进一步用 JASPAR 数据库搜索 Cers2/4 启动子区的 FoxO1 结合基序，并用含推定结合位点的调控序列做双荧光素酶报告实验，发现FoxO1 显著抑制 Cers2/4 启动子的转录活性。而定点突变掉单个 FoxO1 结合基序可强烈解除该抑制，这些基序分别定位于小鼠 Cers2 启动子的 −252 至 −242 bp 与 −1,914 至 −1,904 bp，以及 Cers4 启动子的 −2,014 至 −2,004 bp 处。

相比之下，foxo1a−/− 斑马鱼中未见 spt1/2 表达升高，双荧光素酶实验也表明 FoxO1 不调控 Spt1 与 Spt2 转录；免疫沉淀分析进一步显示FoxO1 与 CERS2/4 之间不存在蛋白相互作用。最后，我们用高效 CRISPR 突变技术在 foxo1a−/− 斑马鱼中分别敲低 cers2a 与 cers4b：敲低任一者均增加 β 细胞数量、降低胰岛 Casp3 活性与肝脏总神经酰胺含量。这些结果共同表明：FoxO1 在肝脏中充当 Cers2/4（斑马鱼为 cers2a/4b）的转录抑制因子，肝脏 FoxO1 缺失则解除其转录抑制、进而增加 C18/22/24 神经酰胺的产生。

图 6　FoxO1 在肝脏中负向调控神经酰胺合酶 2/4 的转录。A sh-Foxo1 与 sh-control 小鼠给药 6 周后肝脏 RNA-seq 分析与神经酰胺相关基因筛查示意图。B, C 上述两组小鼠肝脏神经酰胺相关基因的 FPKM 值与热图（n = 6）。Cers2 与 Cers4 在 sh-Foxo1 小鼠中显著升高。D, E 原位方法检测上述两组小鼠肝细胞中 Cers2/4 表达（比例尺，50 μm；n = 6）。F, G 上述两组小鼠肝脏 CERS2 与 CERS4 蛋白水平 Western blot 与定量（n = 4）。H–K ChIP-qPCR 分析：用抗 FoxO1 抗体在小鼠肝脏中对 Cers2 与 Cers4 启动子区显著富集（n = 3）。L, M NCTC1469 细胞的 ChIP-seq 分析显示 FoxO1 信号在 Cers2 与 Cers4 启动子区域显著富集。N, O 双荧光素酶报告实验：含推定 FoxO1 结合位点的 Cers2（N）与 Cers4（O）启动子调控序列；FoxO1 显著抑制二者转录活性，而突变掉单个 FoxO1 结合基序可强烈解除该抑制。FPKM，每千碱基转录本每百万映射读数；ChIP，染色质免疫沉淀；ChIP-seq，染色质免疫沉淀测序；WB，Western blot。数据为 mean ± SEM；*p < 0.05，**p < 0.01，***p < 0.001，****p < 0.0001。

三、机制模型

综合全部结果，这条「肝脏 → 胰岛」跨器官信号轴可归纳为五个环节：

1. 肝脏 FoxO1 缺失，肝脏葡萄糖输出下降（降糖效果），同时脂质合成失控；

2. FoxO1 对 Cers2/4 的转录抑制被解除（绿色三角为下调，红色三角为上调），CERS2/CERS4 蛋白升高；

3. 肝脏过量生成并分泌 C18/22/24 神经酰胺，进入血液循环；

4. 神经酰胺随血流抵达胰岛，通过 PP2A 抑制 β 细胞内 AKT-mTORC1 通路活化（红色禁止符号）；

5. BAX 与 Caspase-3 被激活，β 细胞凋亡，最终表现为胰岛 β 细胞缺失。

图 7　工作模型：肝脏 FoxO1 缺失主要通过肝脏来源的 C18/22/24 神经酰胺诱导胰岛 β 细胞缺失。肝脏 FoxO1 缺失后，肝脏神经酰胺分解代谢与葡萄糖输出均下降（绿色三角），而 FoxO1 对 Cers2/4 的转录抑制被解除（红色三角），使肝细胞过量生成 C18/22/24 神经酰胺。这些神经酰胺经血液运输至胰岛，抑制 β 细胞内 AKT-mTORC1 通路（AKT 与 mTORC1 处标有红色禁止符号），并伴随 BAX/Caspase-3 通路被激活（红色三角），最终导致 β 细胞凋亡与胰岛 β 细胞缺失（红色三角）。

四、讨论：这项发现意味着什么？

为什么这个发现重要？因为它给「靶向 FoxO1 降糖」这条热门策略指出了一条此前被忽视的安全边界。逻辑很直接：肝脏里 FoxO1 一方面压制糖异生（我们想要的），另一方面通过抑制 Cers2/4 压制神经酰胺生成（我们没注意到的）。把 FoxO1 抑制掉，等于同时解除了这两道刹车——第一道带来降糖，第二道则让神经酰胺失控外溢，反过来杀死 β 细胞。

本研究还有一个方法学层面的警示：β 细胞自身完全缺失 FoxO1 时，Min-6 细胞与原代 β 细胞的凋亡不但没加重、反而减轻了。这与既往「内胚前体中敲除 FoxO1 会增加细胞数量、扩大 β 细胞量」的发现一致——原因是这些细胞模型都是处于不同发育阶段的混合 β 细胞群体。换句话说，「细胞自主」与「器官间」的两种机制必须分别检验，任一单独检验都可能得出错误结论。本文通过组织特异性 rescue 的正反对照，干净地把这两者区分开了，这一步是全文最值得借鉴的设计。

局限方面，作者也坦承：由于研究聚焦于 β 细胞，肝脏来源因子对其他组织（如肝脏自身）的影响仍待解析；此外肝脏 FoxO1 缺失后胰岛素水平下降，究竟有多少来自 β 细胞缺失、多少来自胰岛素合成分泌的直接抑制，也留待后续研究。值得强调的是，本文并未否定 FoxO1 作为降糖靶点，而是提示精准干预 CERS2/4 通路（如肝靶向 siRNA、PP2A 抑制剂等）可能在保留降糖效果的同时保护 β 细胞——这为「扬长避短」提供了具体方向。

本文核心信息

1. 一个被长期忽视的悖论：肝脏 FoxO1 同时调控糖异生与脂质生成，抑制它能降糖，却也造成 β 细胞缺失——「降糖」与「护 β 细胞」在此处是冲突的。

2. 一条全新的器官间通讯轴：C18/22/24 神经酰胺是肝脏发出的「代谢信使」，经血液抵达胰岛，通过 PP2A → AKT-mTORC1 失活 → BAX/Caspase-3 激活这条完整链路执行杀伤。

3. 机制闭环与干预启示：FoxO1 被证实是 Cers2/4 的直接转录抑制因子（ChIP-seq + 双荧光素酶 + 结合位点突变三重证据），因此精准阻断 CERS2/4 有望同时保住降糖效果与 β 细胞。

关于木芮生物ABOUT MURUIBIO

苏州木芮生物科技有限公司（以下简称“木芮生物”）成立于2018年1月22日，是一家致力于以斑马鱼为模式生物提供生物医学基础科研服务、斑马鱼实验操作试剂盒、斑马鱼临床疾病模型、其他生物学实验试剂以及进行斑马鱼应用技术转化的高科技公司。木芮生物以斑马鱼为模式生物，建立起了上百种的临床疾病模型，深入探索相关疾病发生的深层次疾病机制， 进而为临床治疗疾病提供可行的治疗方案或者药物筛选机制。到目前为止，木芮生物已经建立起包括遗传、行为、 细胞、 生化分子等斑马鱼相关成熟的技术，并且依托这些技术成功将斑马鱼应用到基础科研、毒理测试、癌症药物筛选、 中药药效成分筛选、保健品开发和功效评价。木芮生物经过七年的快速发展，公司现已有核心创业团队成员20余人，其中博士研究生1人，硕士研究生6人，本科生10余人。木芮生物成立后，陆续与江苏省产业研究院和苏州纳米应用技术研究所等科研单位建立起了科研合作，建立了“模式生物技术与应用研发中心”；公司于2020年被认定为“国家高新技术企业”，于 2021年底获得苏州工业园区“领军成长企业”称号。